Разработка мультилокусной STR-панели и оценка достоверности происхождения аквакультурной стерляди (Acipenser ruthenus)

Актуальность. В современной практике искусственного разведения осетровых рыб особое значение приобретает получение жизнестойкого потомства. В этом контексте актуальным становится применение микросателлитных маркеров для оценки родства и генетического разнообразия стерляди в коммерческой аквакультуре. Это позволит более точно установить происхождение особей и значительно повысить эффективность селекционной работы на рыбохозяйственных предприятиях.
Объект. Объектом исследования являются образцы плавниковых срезов аквакультурной стерляди различного происхождения.
Материалы и методы. Разработка микросателлитной панели включающей в себя 12 локусов (AfuG 63, AfuG 112, Afu 68 b, LS-39, Spl-163, An20, AfuG 51, Aru13, AoxD161, AfuG 41, Aru18, LS-68) проводилась на базе ФГБНУ ФИЦ ВИЖ им. Л.К. Эрнста. Апробацию разработанной тест-системы, а также ее информативность выполняли на выборкезаводской стерляди (n=149) трех популяций: сухонская, среди которой имелись две родительские пары с 30 известными потомками (SX, n=65), окская (OK, n=50) и нижневолжская (NV, n=34).
Результаты и выводы. По результатам использования микросателлитных маркеров была дана оценка достоверности происхождения трех популяций стерляди. На основании полиморфизма 12-ти микросателлитных локусов для трех исследуемых групп стерляди произведен расчет классических популяционно–генетических показателей: среднее число аллелей на локус (N_A = 7,528 ± 0,717), количество эффективных аллелей (N_E = 4,098 ± 0,437), наблюдаемой (H_O = 0,571 ± 0,049) и ожидаемой (H_E = 0,611 ± 0,049) гетерозиготности, а также коэффициента инбридинга (F_IS = 0,046 ± 0,028). Вероятность совпадения генотипов (P_I) для разработанной STR-панели колебалась от 3,7*10^–13 у OK до от 8,1*10^–10 у SX, т.е. была практически исключена. Значения вероятности исключения (P₁, P₂, P₃), рассчитанные по результатам разработанной тест-системы, были минимальными у SX и максимальными у OK и колебались от 99,88 до 99,99% для P₁. Параметр Р₂ составлял 98,62% у NV и 99,87% для OK популяции. Для Р₃ составило 99,99% для всех исследуемых групп. Эти данные подтверждают высокую информативность анализа ДНК 149 особей для установления достоверности происхождения заводской стерляди и функциональные возможности разработанной STR-панели. В результате проведенных исследований была создана мультиплексная тест-система, которая позволяет проводить анализ двенадцати STR-локусов, продемонстрирована ее высокая функциональная эффективность.

1. Volosnikov G. Review of data on biology of sterlet Acipenser ruthenus (Linnaeus, 1758). Vestnik of Astrakhan State Technical University. 2017. No 2. Pp. 67-72.

2. Gessner J., Freyhof J., Kottelat M., Friedrich T. Acipenser ruthenus. The IUCN Red List of Threatened Species. 2022. e.T227A135062526.

3. Быков А. Д., Бражник С. Ю. Современное состояние запасов и искусственного воспроизводства стерляди в России. Вопросы рыболовства. 2022. Т. 23. № 3. С. 5-30.

4. Васильева Л. М. Современные проблемы осетроводства в России и мире. Технологии пищевой и перерабатывающей промышленности АПК – продукты здорового питания. 2015. № 2 (6). С. 30-36.

5. Абдельманова А. С., Волкова В. В., Доцев А. В., Зиновьева Н. А. Характеристика генетического разнообразия современной и архивной популяций крупного рогатого скота черно–пестрой породы с использованием микросателлитных маркеров. Достижения науки и техники АПК. 2020. Т. 34. № 2. С. 34-38.

6. Никипелов В. И., Бардуков Н. В., Харзинова В. Р., Грозеску Ю. Н., Зиновьева Н. А. Характеристика микросателлитных локусов и их полиморфизма у аквакультурной стерляди (Acipencer ruthenus). Генетика и разведение животных. 2023. № 5 (2).13 с.

7. Харзинова В. Р., Зиновьева Н. А. Паттерн генетического разнообразия у локальных и коммерческих пород свиней на основе анализа микросателлитов. Вавиловский журнал генетики и селекции. 2020. Т. 24. № 7. С. 747-754.

8. Харзинова В. Р., Кудрявцев А. В., Семерикова М. Н., Зиновьева Н. А. Изучение популяционной структуры и генетического разнообразия чукотской породы северного оленя на основе анализа микросателлитов. Достижения науки и техники АПК. 2023. Т. 37. № 9. С. 87-92.

9. https://www.syntol.ru/catalog/nabory-dlya-analiza-str-lokusov-zhivotnykh/nabor-reagentov-genekspertosyetr-dlya-geneticheskoy-pasportizatsii-i-opredeleniya-rodstva-osetrovykh.html.

10. Барминцева А. Е., Мюге Н. С. Использование микросателлитных локусов для установления видовой принадлежности осетровых (Acipenseridae) и выявления особей гибридного происхождения. Генетика. 2013. Т. 49. № 9. С. 1093-1105.

11. Макарова Е. Г., Козлова Н. В. Генетический мониторинг молоди стерляди (Acipenser ruthenus) в реке Волге. Рыбоводство и рыбное хозяйство. 2023. № 5.

12. Dudu A., Georgescu S., Burcea A., Florescu I., Costache M. Microsatellites Variation in Sterlet Sturgeon, Acipenser ruthenus from the Lower DanubeScientific Papers: Animal Science and Biotechnologies. 2013. V. 46. Pp. 90-96.

13. Pekarik L., et al. Current stocking program of the sterlet (Acipenser ruthenus, L.) can negatively shape its genetic variability in the Middle Danube. Zoology Lab, Plant Science and Biodiversity Center. 2019. V. 8. No. 19. Pp. 2-8.

14. Welsh A., May B. Development and standardization of disomic microsatellite markers for lake sturgeon genetic studies. Journal of Applied Ichthyology. 2006. V. 22 (5). Pp. 337-344.

15. Yacheng Hu, et al. Development and characterization of novel cross–species tetranucleotide microsatellite markers for sterlet (Acipenser ruthenus) from Chinese sturgeon (Acipenser sinensis). Chinese Sturgeon Research Institute. Yichang, 2019. Pp. 3-10.

16. Peakall R., Ebert D., Cunningham R., Lindenmayer D. B. Mark–recapture by genetic tagging reveals restricted movements by bush rats, Rattus fuscipes, in a fragmented landscape. Journal of Zoology. 2006. No. 268. Рp. 207-216.

17. Jamieson A. The effectiveness of using co-dominant polymorphic allelic series for (1) checking pedigrees and (2) distinguishing full-sib pair members. Animal Genetics. 1994. V. 25 (1). Pp. 37-44.

18. Jamieson A., Taylor S. C. S. Comparisons of three probability formulae for parentage exclusion. Animal Genetics. 1997. V. 28. Pp. 397-400.

19. Brown A. H. D., Weir B. S. Measuring genetic variability in plant populations. In: Isozymes in plant genetics and breeding, Part A. Elsevier Science Publisher, Amsterdam. 1983. Pp. 219-239.

20. Hartl D. L., Clark A. G. Principles of population genetics. Sinauer Associates. 1997. 542 p.

21. Peakall R., Smouse P. E. GenAlEx 6.5: genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research – an update. Bioinformatics. 2012. V. 28. Pp. 2537-2539.

22. Kohlmann K., Kersten P., Gessner J., Onara D., Taflan E., Radu S. New microsatellite multiplex PCR sets for genetic studies of the sterlet sturgeon, Acipenser ruthenus. Environmental Biotechnology. 2017. V. 13. Pp. 11-17.

23. Wang J., Sun Z., Jiang L., Hu Y. Developing microsatellite duplex PCR reactions for sterlet (Acipenser ruthenus) and their application in parentage identification. Scientific Reports. 2022. No. 12. P. 12036.

24. Maletsanake D., Nsoso S. J., Kgwatalala P. M. Genetic variation from 12 microsatellite makers in an indigenous Tswana goat flock in Southeastern Botswana. Livestock research for rural development. 2013. V. 25. P. 2.