Изучение факторов, влияющих на индукцию каллусогенеза у Robinia pseudoacacia L. в культуре in vitro

Актуальность. Применение отселектированного материала является важным условием для достижения высокого качества и мелиоративной эффективности защитных лесных насаждений в агролесомелиорации. В биотехнологии широко используется метод культивирования изолированных тканей на искусственных питательных средах в условиях in vitro. Разработка и оптимизация процессов индукции и получения морфогенного каллуса играют важную роль не только в научных исследованиях, но и в промышленном растениеводстве.
Объекты исследования. Объектом исследования была выбрана Робиния псевдоакация (Robinia pseudoacacia L.) и два ауксина 2,4- дихлорфеноксиуксусная кислота (2,4-Д) и индол-3-уксусная кислота (ИУК).
Методы исследования. Исследование проводилось на базе ФНЦ агроэкологии РАН в лаборатории биотехнологий. В качестве эксплантов использовали сегменты листа, семядолей, гипокотиля, корня. Культивирование осуществляли в течение 4-х недель на питательной среде Murashige и Scoog (MS) дополненной ауксинами 2,4-Д и ИУК в трех разных концентрациях: 0,1 мг/л; 0,5 мг/л; 1 мг/л. Для оценки влияния условий освещения на индукцию каллусогенеза половину экспериментальных образцов культивировали в темноте, вторую половину с фотопериодом 16 часов. По окончании периода культивирования оценивались морфологические показатели (цвет, структура), индукция и средний свежий вес каллуса.
Результаты и выводы. По результатам проведенного исследования было установлено, что R. pseudoacacia обладает высокой способностью к каллусогенезу, прямому и непрямому морфогенезу, а также индукция каллуса имеет прямую зависимость от концентрации ауксина. Результаты показали, что свет необходим для образования и культивирования каллуса, при культивировании в темноте потемнение каллусной ткани происходит быстрее. Для индукции и получения каллусной ткани рыхлой и среднеплотной структуры с целью дальнейшего размножения наиболее подходящими являются экспланты гипокотиля и ауксин 2,4-Д в концентрации 0,5 мг/л.

1. Чепурной В. С., Максимцов Д. В. Практическая агролесомелиорация: Методические указания по изучению эколого-биологических особенностей и морфологических признаков древесных видов для защитного лесоразведения. Краснодар, 2016. 98 с.

2. Круглова Н. Н., Сельдимирова О. А., Зинатуллина А. Е. Каллус in vitro как модельная система для исследования стрессоустойчивости растений к абиотическим факторам (на примере злаков). Успехи современной биологии. 2018. Т. 138. № 3. С. 283-293.

3. Батыгина Т. Б., Осадчий Я. В. Выявление гомологии клеточных элементов репродуктивных и формообразовательных структур. Успехи современной биологии. 2015. Т. 135. № 4. С. 337-345.

4. Ikeuchi M., Ogawa Y., Iwase A., Sugimoto K. Plant regeneration: cellular origins and molecular mechanisms. Development. 2016. V. 143. N. 9. Pp. 1442-1451.

5. Feher A. Callus, dedifferentiation, totipotency, somatic embryogenesis: what these terms mean in the era of molecular plant biology? Frontiers in plant science. 2019. V. 10. P. 536.

6. Нгуен Т. Х. Экспериментальный морфогенез в культуре изолированных клеток и тканей подсолнечника (Heloanthus annuus L.). Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2007. №. 2. С. 116-124.

7. Ikeuchi M., Sugimoto K., Iwase A. Plant callus: mechanisms of induction and repression. The plant cell. 2013. V. 25. N. 9. Pp. 3159-3173.

8. Colebrook E. H., Thomas S. G., Phillips A. L., Hedden P. The role of gibberellin signalling in plant responses to abiotic stress. Journal of experimental biology. 2014. V. 217. N. 1. Pp. 67-75.

9. Goncharova Y. K., Kharitonov E. M., Bushman N. Y., Vereshchagina S. A. Comparative analysis of the efficiency of nutrient media for the induction of callus formation for rice hybrids. Russian agricultural sciences. 2014. V. 40. N. 1. Pp. 5-9.

10. Seldimirova O. A., Bezrukova M. V., Galin I. R., Lubyanova A. R., Shakirova F. M., Kruglova N. N. 24-epibrassinolide effects on in vitro callus tissue formation, growth, and regeneration in wheat varieties with contrasting drought resistance. Russian journal of plant physiology. 2017. V. 64. Pp. 919-929.

11. Khandy M. T., Kochkin D. V., Tomilova S. V., Galishev B. A., Sukhanova E. S., Klyushin A. G., et al. Obtaining and study of callus and suspension plant cell cultures of Tribulus terrestris L., a producer of steroidal glycosides. Applied biochemistry and microbiology. 2017. V. 53. Pp. 800-806.

12. Морозова Е. В., Изоус А. П., Крючков С. Н. Основные итоги селекции робинии лжеакации в Нижнем Поволжье. Успехи современного естествознания. 2018. №. 12 (2). С. 290-295.

13. Дитченко Т. И. Культуры растительных клеток: учебное пособие. Минск: БГУ, 2018. 96 с.

14. Breton С., Cornu D., Chriqui D., Sauvanet A., Capelli P., Germain E., Jay-Allemand C. Somatic embryogenesis, micropropagation and plant regeneration of “Early Mature” walnut trees (Juglans regia) that flower in vitro. Tree Physiology. 2004. V. 24. N. 4. Pp. 425-435.

15. George E. F., Debergh Р. С. Micropropagation: uses and methods. Plant propagation by tissue culture. Netherlands: Springer. 2008. Pp. 29-64.

16. Ramírez-Mosqueda M. A. Somatic Embryogenesis: Methods and Protocols. Springer Nature. 2022. Pp. 1-8.

17. Abdel-Hameid A. R., Abo El-kheir Z. A., Abdel-Hady M. S., Helmy W. A. Identification of DNA variation in callus derived from Zingiber officinale and anticoagulation activities of ginger rhizome and callus. Bulletin of the National Research Centre. 2020. V. 44. Pp. 1-8.

18. Palanivel S., Parvathi S., Jayabalan N. Callus induction and plantlet regeneration from mature cotyledonary segments of groundnut (Arachis hypogaea L.). Journal of Plant Biology. 2002. V. 45. Pp. 22-27.

19. Chambhare M. R., Nikam T. D. Influence of plant growth regulators on somatic embryogenesis in Niger (Guizotia abyssinica Cass.): an edible oilseed crop. Journal of Crop Science and Biotechnology. 2022. V. 25. N. 2. Pp. 225-232.

20. Mahood H. E., Sarropoulou V., Tzatzani T. T. Effect of explant type (leaf, stem) and 2, 4-D concentration on callus induction: Influence of elicitor type (biotic, abiotic), elicitor concentration and elicitation time on biomass growth rate and costunolide biosynthesis in gazania (Gazania rigens) cell suspension cultures. Bioresources and Bioprocessing. 2022. V. 9. N. 1. Pp. 1-14.

21. Dangash A., Ram M., Niranjan R., Bharillya A., Misra H., Pandya N., & Chand D. In vitro selection and hormonal regulation in cell culture of Artemisia annua L. Plant JSM Cell Dev Biol. 2015. V. 25. P. 26.

22. Rashmi R., Trivedi M. P. Effect of various growth hormone concentration and combination on callus induction, nature of callus and callogenic response of Nerium odorum. Applied biochemistry and biotechnology. 2014. V. 172. Pp. 2562-2570.

23. Tao H., Shaolin P., Gaofeng D., Shaolin P. (2002) Plant regeneration from leafderived callus in Citrus grandis (pummelo): Effects of auxins in callus induction medium. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2002. V. 69. Pp. 141-146.

24. Akbaş F., Işikalan Ç., Namli S. Callus induction and plant regeneration from different explants of Actinidia deliciosa. Applied biochemistry and biotechnology. 2009. V. 158. Pp. 470-475.